為什么要研究蛋白質相互作用？蛋白質是細胞的功能分子，控制了細胞中所有生物系統。但是，通常它們不是“孤軍奮戰"，絕大多數蛋白質會與其他的蛋白質相互作用，一起參與生命的過程。因此了解未知或已知蛋白質的生物學功能和從細胞水平上確定細胞機制，已成為蛋白質組學研究的主要目標。
而當前研究蛋白質相互作用的主要技術方法，包括免疫共沉淀，熒光共定位，熒光雙分子互補，熒光雙分子互補，熒光能量共振轉移等研究方法，通過了解各種研究方法的原理和特點，在實驗中可根據不同的要求和目的選擇合適的方法。
免疫共沉淀 (co-IP)原理是以抗原和抗體的特異性結合以及來自細菌的兩種蛋白—Protein A/G—特異性結合抗體分子的現象為基礎的研究蛋白質相互作用的經典方法，是確定兩種蛋白質在細胞內相互作用的有效方法。
人們將抗體和大質量的瓊脂糖顆?；蛘叽胖檫M行進行交聯或者親和，然后用這個帶有抗體的大顆粒物去識別溶液中的目標蛋白，此時如果目標蛋白已經與其他蛋白相互作用形成復合體，那么含有目標蛋白的蛋白復合體就會被這些大質量的顆粒物所親和，由于抗體錨定在了這些大質量的顆粒物上。
人們通過各種緩沖液的清洗除去非特異性的結合后的顆粒物可以通過離心或者磁力架吸引進行收集，此時結合在這些顆粒物上的蛋白質理論上就是可以和目標蛋白直接或者間接相互作用的蛋白了。
通常情況下，做實驗前你對于這些可能的互作蛋白已經有了猜測，那么可以將大顆粒物拖拽下來的蛋白復合體跑 SDS-PAGE。
然后用 western-blot 的方法，可以用這些可能的互作蛋白的抗體去進行檢測，就能驗證這種蛋白質之間的相互作用了。根據實驗目的的不同，免疫共沉淀的方法可以有很多可以修改的地方。
比如，如果你希望驗證蛋白之間直接的相互作用，那么你可以選擇體外翻譯系統，在試管中合成需要驗證互作的一對蛋白，然后混合孵育，并進行檢測，也可以通過原核表達系統純化這對蛋白，然后進行混合孵育并檢測等等。免疫沉淀的方法運用合理，可以玩出很多有意思的實驗，回答很多問題。
熒光共定位，Fluorescenceco-localization，在過去，這個技術一般用于細胞內輔助證明蛋白相互作用，前些年，如果是其他物種的蛋白質，你應用酵母雙雜交系統驗證了它們的相互作用，reviewer 可能會說你這個并不能反映原物種中的真實情況，可能是假陽性。
這個時候，一些研究者就將這兩個蛋白分別與不同顏色的熒光蛋白融合表達于原物種細胞當中，在高分辨顯微鏡下，如果兩種熒光出現在同一位置，那么就證明它們空間上較為接近，很有可能產生了相互作用。然而，就如上一句話里所說的，只是很有可能，并不能作為直接證據證明它們真的相互作用了。這個技術一般都是沒辦法時候的辦法，就不舉例子啦。
熒光雙分子互補， bi-molecular fluorescence complementation(BiFC), 人們把綠色熒光蛋白 GFP 分子分割成兩段，分別與接受測試的兩個蛋白融合表達。如果兩個蛋白相互作用，那么在細胞中 GFP 的兩個片段就可以在空間上相互接近，并最終能夠在激光的激發下發出綠色的熒光。
這里的 GFP 也可以換成螢火蟲熒光素酶 Luciferase，原理相同，不同的是熒光素酶需要有底物的存在，發出的是自發熒光而非激發光 。這類技術的好處是可以再活細胞里進行觀測，可以進行實時監控，定量等實驗。
但是該技術的空間分辨率大概是 250nm，可以說對于蛋白質相互作用來說，依然是相當遠的一個距離，因此也有很大可能是假陽性，同時融合蛋白也可能對受試蛋白的空間構象造成影響造成假陽性假陰性的結果?？偟膩碚f，這類技術還是要優于前兩個的。
熒光能量共振轉移，fluorescence resonance energy transfer(FRET)，這個技術與第三條又有所不同。
人們將目標蛋白 A 與青色熒光蛋白 CFP 融合表達，將 A 的可能的互作蛋白 B 與黃色熒光蛋白 YFP 融合表達，CFP 的激發光是波長是 414nm 紫外光區域，而熒光波長是 475nm 藍光區域，恰好 YFP 的激發光是 475nm 附近藍光區域，而熒光則是 525nm 附近黃色光區域。如果 AB 兩蛋白相互作用，空間上相互接近，導致 CFP 和 YFP 分子也在空間上相互接近，那么當僅用紫外光激發 CFP 時，CFP 接收能量放出的藍光將直接被 YFP 吸收，從而發出黃色的光，如果能夠定量 CFP 的藍光被轉化成為 YFP 的黃光效率的變化，那么就可以檢測出兩個蛋白間的距離的變化 。
因此，這項技術不僅能驗證蛋白質的相互作用，還能夠表征這種相互作用距離的動態變化，比如蛋白質分子直接相對運動的方向速度等。比如在這篇文章里 ，作者們就用 FRET 測定了細胞運動時的受力情況。
親和純化 - 質譜，affinity purification-mass spectrometry(AP-MS)，剛才說了，如果你在實驗之前已經對目標蛋白有推測的互作蛋白，那么你可以做 western-blot 對它進行檢測。
可是，如果你想找一些以前未被報道，你自己也無法猜測的新互作蛋白呢？這個時候，你可以把免疫共沉淀后得到的樣品，送去做蛋白組學質譜的實驗室，通過質譜對這個復合體中的所有成員進行鑒定，理論上你就獲得了整個目標蛋白復合體的成員信息。
如果說，之前的實驗都是用一把槍，瞄準對面山頭的敵人然后各個擊破，那么質譜的方法就是拿了一門炮，將對面山頭的敵人一網打盡。AP-MS 的方法還有很多變種。
比如利用一些可以對周圍蛋白進行生物su標記的酶，我們可以將目標蛋白與這些酶融合表達，那么，在細胞內，這些融合蛋白就可以對目標蛋白附近的所有蛋白打上親和素的標記，然后通過生物su與親和素*的親和性，我們可以大幅提高 AP-MS 鑒定的靈敏度，在沖洗非特異性結合的時候，我們就不用擔心弱相互作用被我們丟失，這類方法叫做鄰近標記（proximity labeling）- 質譜法。
酵母雙雜交，Yeasttwo hybrid（Y2H）, 這是一個古老的技術，Stanley Fields 和 Ok-KyuSong 在 1989 年的時候利用大腸桿菌中 GAL4 乳糖操縱子的原理，開發出這個方法用于檢測蛋白質之間的相互作用 。
GAL4 操縱子有兩個結構域，BD（binding domain）結構域和 AD（activation domain），其中 BD 結構域可以結合在 UAS（upstreamactivating sequence）DNA 區域，在 AD 結構域可以激活 UAS 下游的基因表達。
因此，他們把 GAL4 的兩個結構域切分開，這樣，BD 可以與目標蛋白結合，并且先行結合在報告基因 lacZ 上游的 UAS 區域，接著，把需要檢驗是否與目標蛋白相互作用的蛋白與 AD 結構域融合表達，如果目標蛋白和被檢測蛋白可以相互作用，它們必定會在空間上相互接近彼此，這種相互作用可以使得 AD 和 BD 結構域也在空間上相互接近，這樣就可以激活報告基因 lacZ 的表達，使得人們可以檢測到 。
這個方法的優勢在于廉價且易操作，這個方法一度非常流行，既可以用于篩選目標基因的相互作用蛋白，也可以用于驗證相互作用，以及定量檢測相互作用的強度。
但是缺點在于受試蛋白都需要和 AD/BD 結構域形成融合蛋白，空間構象可能改變，其次，許多蛋白質的相互作用可能同時需要其他蛋白的協助，而這個系統并無法把這些輔助蛋白也拉進來檢測，因此經常漏掉很多的蛋白相互作用，第三，由于反應發生在真菌細胞內，如果你的目標蛋白來自其他物種，這個實驗可能并不能反應蛋白在原物種細胞里的真實狀態，最后，有的蛋白質可能自身就能夠激活報告基因表達，比如轉錄因子，這樣，這類蛋白就沒辦法通過酵母雙雜交進行篩選和驗證相互作用了（當然也可以將該蛋白換至 AD 載體上，但是依然有其局限性）。
